Водойми сільськогосподарського призначення є багатофункціональними об'єктами у циклі виробництва сільськогосподарської продукції. Залишкові кількості активних інгредієнтів агрохімікатів групи пестицидів можуть потрапляти і забруднювати водоймище під час виконання низки агротехнологічних завдань. Метою даної роботи стало вивчення умов вилучення з поверхневої води, що містила завислі частинки, залишкових кількостей ксенобіотиків та вимірювання їх вмісту хроматографічними методами. Для визначення оптимальних умов екстракції цільових ксенобіотиків розглянуто величини параметрів ліпофільності їх молекул. Методика визначення вмісту ліпофільних ксенобіотиків хроматографічними методами з мас-селективним детектуванням у зразках поверхневої води містить етап відокремлення завислих частинок, вміст котрих в досліджених зразках контролювався гравіметричним аналізом та варіювався в діапазоні 135 – 1500 мг/м3. Екстракцію цільових сполук здійснено за допомогою н-гексану та ацетонітрилу. В ацетонітрильному концентраті визначали аналіти безпосередньо методами високоефективної рідинної та газової хроматографії з мас-селективними детекторами (ВЕРХ/МС/МС та ГХ/МС). Досягнута межа виявлення ксенобіотиків становила 0,02 мкг/м3, межа кількісного визначення ксенобіотиків становить 0,10 мкг/м3. Для обґрунтування можливості застосування запропонованої методики проведено дослідження показників: лінійності величин аналітичних сигналів від кількості аналітів в розчині, правильності, збіжності, прецизійності результатів вимірювань. Лінійний діапазон концентрацій застосування методики для визначення ксенобіотиків різних груп становить 0,10-1,00 мкг/м3, характеризується величиною коефіцієнта регресії лінійної залежності вимірювання індивідуальних сполук (R2), що перевищує 0,99. Ступінь вилучення аналітів (відсоток повернення r, %) знаходиться в межах 85-120 %, що вказує на прийнятність запропонованої процедури екстракції ксенобіотиків. Похибка результатів вимірювання розраховано через середньоквадратичне відхилення (Sr, %), не перевищувала 6 %. Результати дослідження показують, що розроблена методика є придатною для моніторингових досліджень залишкового вмісту активних інгредієнтів агрохімічних препаратів у поверхневих водах та прогнозування рівня забруднення водойм
ліпофільні ксенобіотики, екстракція, водні об’єкти, поверхнева вода, завислі частинки, хроматографія
[1] Baran, N., Surdyk, N., & Auterives, C. (2021). Pesticides in groundwater at a national scale (France): Impact of regulations, molecular properties, uses, hydrogeology and climatic conditions. Science of the Total Environment, 791, article number 148137. doi: 10.1016/j.scitotenv.2021.148137.
[2] Document SANCO/12571/2013. (2013). Retrieved from https://www.eurl-pesticides.eu/library/docs/allcrl/AqcGuidance_Sanco_2013_12571.pdf
[3] DSanPiN 8.8.1.2.3.4.-000-2001. (2001). Retrieved from https://zakon.rada.gov.ua/rada/show/v0137588-01#Text
[4] DSTU ISO 5667-4:2003. (2003). Water Quality. Sample selection. Part 4. Regulations regarding sampling from natural and artificial lakes. Kyiv: UkrNDNC.
[5] DSTU ISO 5667-6:2009. (2012). Water Quality. Sampling of samples. Part 6. Guidelines for taking samples from rivers and streams. Kyiv: UkrNDNC.
[6] DSTU ISO 7870-2:2016. (2016). Statistical Control. Control cards. Part 2. Shukhart's maps. Kyiv: UkrNDNC.
[7] Ferrari, T., Lombardo, A., & Benfenati, E. (2018). QSARpy: A new flexible algorithm to generate QSAR models based on dissimilarities. The log Kow case study. Science of the Total Environment, 637, 1158-1165. doi: 10.1016/j.scitotenv.2018.05.072.
[8] González-Gaya, B., Lopez-Herguedas, N., Santamaria, A., Mijangos, F., Etxebarria, N., Olivares, M., Prieto, A., & Zuloaga, O. (2021). Suspect screening workflow comparison for the analysis of organic xenobiotics in environmental water samples. Chemosphere, 274, article number 129964. doi: 10.1016/j.chemosphere.2021.129964.
[9] Harshit, D., Charmy, K., & Nrupesh, P. (2017). Organophosphorus pesticides determination by novel HPLC and spectrophotometric method. Food Chemistry, 230, 448-453. doi: 10.1016/j.foodchem.2017.03.083.
[10] Hassan, H.E., Gumus, Z.P., & Soylak, M. (2023). Determination of atrazine in food, water, and synthetic urine by activated carbon cloth (ACC) micro-solid-phase extraction (µSPE) with high-performance liquid chromatography – diode array detection (HPLC-DAD). Analytical Letters, 1-13. doi: 10.1080/00032719.2023.2221754.
[11] Hrybova, N.Y., Khyzhan, O.I., Maksin, V.I., Kavshun, L.O., & Tankha, O.L. (2019). Determination of xenobiotic imidacloprid content in surface waters. Journal of Water Chemistry and Technology, 41, 313-317. doi: 10.3103/S1063455X19050072.
[12] Huang, S., Yu, J., Li, J., Tang, X., Wu, Y., & Wang, C. (2023). Determination of the pesticides ethoprophos and atrazine in water by T-shaped atmospheric pressure chemical ionization (APCI) mass spectrometry (MS). Analytical Letters, 1-12. doi: 10.1080/00032719.2023.2213361.
[13] Kurbatova, I.M., Zakharenko, M.O., Chepil, L.V., & Tupytska, O.M. (2022). Metabolic processes peculiarities in fish under the influence of xenobiotics. Biological Safety, 4(43), 27-31. doi: 10.32846/2306-9716/2022.eco.4-43.5.
[14] Linlin, L., Yizhang, Z., Jun, W., Shaoyong, L., Yingjie, C., Changyuan, T., Zhenguang, Y., & Lei, Z. (2020). History traces of HCHs and DDTs by groundwater dating and their behaviours and ecological risk in northeast China. Chemosphere, 257, article number 127212. doi: 10.1016/j.chemosphere.2020.127212.
[15] Lopez, B., Ollivier, P., & Togola, A. (2015). Screening of French groundwater for regulated and emerging contaminants. Science of the Total Environment, 518, 562-573. doi: 10.1016/j.scitotenv.2015.01.110.
[16] Milyukin, M.V., & Gorban, M.V. (2021). Concentrations and regularities of disperse-phase distribution of organochlorine pesticides, polychlorinated biphenyls and polycyclic aromatic hydrocarbons in natural water. Mediterranean Journal of Chemistry, 11(1), 32-42. doi: 10.13171/mjc10902011211519mvm .
[17] Milyukin, M.V., & Gorban, M.V. (2022). Patterns of the disperse-phase distribution of organic ecotoxicants in the water of the world river systems. Methods and Objects of Chemical Analysis, 17(3), 133-140. doi: 10.17721/moca.2022.133-140.
[18] Pinasseau, L., Mermillod-Blondin, F., Fildier, A., Fourel, F., Vallier, F., Guillard, L., Wiest, L., & Volatier, L. (2023). Determination of groundwater origins and vulnerability based on multi-tracer investigations: New contributions from passive sampling and suspect screening approach. Science of The Total Environment, 876, article number 162750. doi: 10.1016/j.scitotenv.2023.162750.
[19] Piwowarska, D., & Kiedrzyńska, E. (2022). Xenobiotics as a contemporary threat to surface waters. Ecohydrology & Hydrobiology, 22(2), 337-354. doi: 10.1016/j.ecohyd.2021.09.003.
[20] Prukjareonchook, A., Alahmad, W., Kraiya, C., Kulsing, C., Chaisuwan, T., & Dubas, L. (2023). A selective and sensitive colorimetric method for semi-automated solid-phase extraction of atrazine in environmental water samples. Microchemical Journal, 186, article number 108326. doi: 10.1016/j.microc.2022.108326.
[21] Sackaria, M., & Elango, L. (2020). Organic micropollutants in groundwater of India: A review. Water Environment Research, 92(4), 504-523. doi: 10.1002/wer.1243.
[22] Sangster, J.M. (1997). Octanol-water partition coefficients: Fundamentals and physical chemistry. Hoboken: John Wiley & Sons.
[23] Štefanac, T., Grgas, D., & Landeka, T. (2021). Xenobiotics-division and methods of detection: A review. Journal of Xenobiotics, 11(4), 130-141. doi: 10.3390/jox11040009.
[24] Tereshchenko, N.Y., Khyzhan, O.I., Maksin, V.I., & Kovshun, L.O. (2020). Quantitation of polycyclic aromatic hydrocarbons and organochlorine pesticides in surface waters. Journal of Water Chemistry and Technology, 42, 281-286. doi: 10.3103/S1063455X20040153.